心脏骤停动物模型构建
心脏骤停动物模型构建
心脏骤停(cardiacarrest，CA)是指心脏射血功能的突然停止，导致脑血流突然中断，并伴有自主呼吸消失及丧失意识的临床急症。
心脏骤停（CA）是指心脏射血功能的突然终止，导致心脏骤停的病理生理机制最常见的是心室颤动。而对于心脏骤停后心肺复苏（CPR）每延迟1min生存率将下降7％～10％。心脏骤停和心肺复苏是复杂的病理生理变化过程，许多发病机制尚不清楚。
心脏骤停动物模型被用来研究心肺脑复苏过程中机体的病理生理变化，探索新的治疗方法和完善现有心肺复苏标准干涉方法，比如药物的剂量、胸外按压技术、除颤能量、脑复苏方法等。
二、动物类型选择
1. 不同动物种属优缺点：
1）大鼠：易操作管理，心肌结构功能近人类但心脏小，代谢和心血管生理特征与人类不同。
2）兔子：心肺组织等类似人类，适合心肺复苏和监测操作，但保护意识强、成本高。
3）猪：心肺解剖和代谢近人类，适合复杂手术和检测操作，但成本高且心脏功能随年龄变化。
4) 狗：心脏大小和结构似人类，心血管生理稳定适合长时间实验，但饲养管理需大量空间资源且成本高。
5)猴子：生理功能近人类，适合高级别研究和模拟临床情况，但保护意识强、成本高。
6)小鼠：操作简单、成本低、易管理，但存在种属差异、个体差异大且需专业技能。
2. 动物选择的应用领域：
1) 小鼠、大鼠、兔子用于基础医学、药物筛选、心脏病理学、医学教育等。
2) 猪、狗用于临床转化、急救措施研究等。
3) 猴子用于生命科学、毒性试验、动物行为等。
三、不同模型对比
1. 窒息法致心脏骤停：制作方便、判断复苏易、稳定性好但与临床有差异。
2. 胸外交流电休克法：可进行复杂操作但技术复杂、易损伤且稳定性差。
3. 直视下电击心外膜法：设备简单、复跳快但操作复杂需开胸且与临床常见原因有差异。
4. 右心起搏导管交流致颤法：可直观判断但技术复杂、设备昂贵、成功率低。
5. 重物挤压法：方法简单、适特定研究。
6. 静脉注射氯化钾法：可精确掌握时间但技术要求高。
7. 快速注射 ATP 合用硫酸镁法：可诱导家兔心脏骤停但需进一步验证。实验报告需用图表描述心跳骤停等关键时间点，因时间对监测指标准确性影响大。
在心脏骤停动物模型实验中，时间起着关键作用。心跳骤停的起始时间至关重要，因为不同的起始时间会显著影响监测指标的准确性。因此，实验报告中应采用图表的形式，清晰地描述导致心跳骤停的时间、非干涉时间、心肺复苏时间以及 ROSC（自主循环恢复）时间等关键时间节点。这样可以更直观地呈现实验过程中的时间变化，有助于准确分析实验结果和深入理解心脏骤停及复苏过程中的生理变化。
三、CA模型注意事项
1. 动物术前状态：实验动物术前晚上禁食，一般允许自由饮水。因为实验前状态如有无未纠正的酸中毒、脱水、高低热及麻醉和镇痛的差异等都会对结果有重要影响。实验前状态会影响结果，而且对自主循环恢复时间和长期存活率影响更大，因此必须保持实验组和对照组之间术前状态的一致性和可比性。
2. 麻醉：用于CPR模型麻醉或镇痛药很多，如氯胺酮、氟烷、戊巴比妥钠等。麻醉诱导方法包括吸入诱导和静脉诱导。吸入诱导常用于小动物，将动物放置于充有麻醉气体的密闭容器中，或是应用药物镇静后，面罩给予吸入性麻醉药。
小动物也常用腹腔注射药物来诱导麻醉。大动物通常采用咪吐安定，芬太尼或氯氨酮静脉注射来诱导麻醉。
由于麻醉药大多会对血流动力学产生影响，且不同动物对缺血和麻醉有不同的神经和心血管反应，应注意麻醉药剂量与体质量比率、吸入和呼出气浓度等。
3. 各项参数监测：包括心率、心输出量、血压、MAP、CPP、PETCO2、动静脉血气、电解质、深部体温等。成功的监测为判断心脏骤停模型的建成、复苏成功以及实验顺利进行的保证。
4. 通气：由于影响组织氧合、酸碱平衡及心输出量，通气在心脏骤停期间也是一个重要参数。在心肺复苏时肺顺应性降低，若使用压力控制呼吸机，每分钟通气量也随着降低，所以最好选用时间循环容量控制呼吸机以避免这些误差。吸入氧浓度、气流控制方式及通气模式是基本参数，心脏骤停前、心脏骤停期间和心肺复苏期间需要不同的参数要求，要注意调整。
四、造模方法
1. 窒息法法诱导心脏骤停
1）动物分组：
健康雄性ＳＤ鼠（年龄49~60天，体质量222～373ｇ）18只，随机分配到三组：
①假手术组（ｎ＝６），只行气管插管，不诱导心脏骤停和进行心肺复苏（CPR）；
②复苏组（ｎ＝６），应用气管夹闭窒息法诱导心脏骤停后行常规CPR；
③阳性药物组（ｎ＝６），在常规的CPR基础上腹腔注射阳性药物。
2）CPR
SD大鼠造模前晚禁食不禁水，使用戊巴比妥钠45mg／kg腹腔注射麻醉。使用14号气管插管经口直视插入。左股动脉置入23号PE－50聚乙烯管，并使用多功能生理监测仪监测心电图、血压及直肠温度。
手术完成后，待大鼠生理参数稳定开始夹闭气管插管，观察大鼠呼吸、心搏和血压，心搏停止以动脉收缩压＜20mmHg（1mmHg＝0.133kPa）作为心脏骤停标准。
心脏骤停后开始进行CPR，胸外按压频率为200次／min，同步机械通气频率为100次／min，以胸廓前后径的1／3为按压深度标准，吸入100％浓度氧。２min后，静脉注射肾上腺素0.025mg／kg，CPR10min，如果出现室颤立即除颤，如心率血压恢复［恢复室上性心律，平均动脉压（ＭＡＰ）＞60mmHg，维持5min以上］则停止按压，10min后未恢复心率血压为复苏失败。复苏成功后1ｈ拔除所有插管，苏醒后放回笼中饲养，使用保温设备维持大鼠肛温在36.5℃左右。
3）阳性药物预处理：使用1％DMSO溶解阳性药物，诱导心脏骤停前3h腹腔注射0.2mg／kg。
2. 大鼠心搏骤停模型
1)术前准备：禁食12h，称重后采用20%氨基甲酸乙酯10mL/kg肌肉注射麻醉。采取仰卧位，四肢固定于手术台上，连接肢端针刺电极，行标准II肢体导联连续心电监护，备皮剪除颈前鼠毛。
2)手术方法：气管切开：颈部正中切口剪开皮肤及皮下组织，分离出气管，并预置1#缝线于气管后，保持自主呼吸。颈动静脉植管：钝性分离暴露左侧颈静脉，结扎远心端，固定左侧颈静脉，肝素生理盐水灌注。小儿静脉留置针穿刺建立静脉通路，结扎固定留置针，输液泵静滴生理氯化钠溶液2mL/h；钝性分离右侧颈动脉，结扎远心端，动脉夹夹闭近心端，与两结扎点之间剪开颈动脉，自制动脉植管行颈动脉穿刺，给予普通肝素1000U注射，缝线固定导管后连接简易动物血压计监测血压；以热水袋保温，维持直肠温度为(37±0.5)℃。
3)食道调搏电极植入：手术后连续观察20min，待各项指标平稳后，4极5F起搏电极经口插入大鼠食管深约7cm，无气急及憋喘为插管成功。
4)经食管心脏起搏诱发心博骤停：电极近端与电生理刺激输出端相连，所需参数为:电压25V、脉宽20ms、频率30Hz，开始刺激以60s为基础，停止刺激观察3~5s，如没有诱发出心博骤停，每次增加30s刺激时间，直至诱发出的室颤持续存在或无心电活动为止。
5)心肺复苏：心搏骤停后5min机械通气100%纯氧，通气频率60/min，潮气量为4mL/kg，使用电动胸外机械按压机行胸外心脏按压，频率200/min(大鼠自主心率约300~350/min)，并同时经静脉注射实验用药。应用计算机产生随机数字，将大鼠随机分组号贴于药物试管外，由实验检查者根据动物体重抽取药物，每次药物等体积，所用试管相同，实验操作者对使用的药物未知，只根据随机号记录结果，所有结果由实验检查者进行统计。
6）判断标准：心博骤停标准为：有创血压监测显示平均动脉压<10mmHg(1mmHg=0.133kPa)伴有正常的动脉搏动波消失，且心电图显示心室颤动波形或室性逸搏心律(无脉性电活动)或一条直线。自主循环恢复标准为：出现室上性节律(包括窦性、房性或交界性心律)伴有平均动脉压>20mmHg持续15min以上。
复苏成功标准：自主循环恢复时间长于30min。
7）观测指标：自主循环及复苏成功率，恢复后针刺电极肢体导联心电图变化，刺激时间，起搏次数。术后尸体解剖检查食道、心脏及腹腔内脏有无损伤。
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实验动物代养服务 | 动物饲养 | 1.屏障环境饲养 ：1）屏障环境饲养-小鼠 2）屏障环境饲养-大鼠 3）屏障环境饲养-豚鼠 4）屏障环境饲养-地鼠 5）屏障环境饲养-兔2.普通环境饲养 1）普通环境饲养-犬 2）普通环境饲养-猪 3）普通环境饲养-猴 3.一站式实验操作服务 1）给药服务（注射给药：静脉、腹腔、皮下、皮内、肌肉。消化道给药：灌胃、自由摄取、十二指肠、直肠。其他部位给药：呼吸道、皮肤、脑内、关节腔内、脊髓腔内、滴眼、生殖器等。"2）脏器、组织取样服务：脏器、腺体、淋巴结、骨及软骨、肌肉、肿瘤组织、脑组织、脂肪组织等。3）体液样本采集：血液（眼睑采血、剪尾采血、心脏采血）、尿液、脑脊液、胆汁、腔液。4）其他实验操作观察、拍照、称重、滴鼻、剪尾、人工肿瘤测量、解剖等。 |
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骨科模型 | 类风湿性关节炎动物模型/骨缺损动物模型/骨折动物模型/骨关节炎动物模型/骨质疏松动物模型 | |
泌尿系统模型 | 缺血性急性肾衰竭动物模型/子宫内膜异位症模型/肾小管间质纤维化动物模型/膀胱癌动物模型/肾结石动物模型/慢性肾衰竭动物模型/急性肾衰竭动物模型/肾盂肾炎动物模型 | |
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皮肤科模型 | 压力性褥疮（PU）模型/硬皮症（SSC）模型/特应性皮炎（AD）模型/伤口愈合：圆形缺损模型/伤口愈合：划痕模型/二度烧伤模型/皮肤损伤模型 | |
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